SPRI 磁珠與 bead ratio：DNA clean-up / size selection 的基本概念

理解 AMPure XP、Sera-Mag Select 與其他 SPRI 類磁珠的核心原理與判讀方式

Note

Public 本頁整理 SPRI 類磁珠（如 AMPure XP、Sera-Mag Select、SPRIselect）在 PCR clean-up 與 DNA size selection 中的基本原理、ratio 邏輯與常見判讀重點。這一頁偏向概念理解，不提供特定品牌的完整操作 SOP。

Definition

SPRI 類磁珠是利用 solid-phase reversible immobilization 原理，讓 DNA 在特定 PEG / salt 條件下可逆性地結合到磁珠表面，之後透過磁架分離、ethanol washing 與 elution 完成純化或大小片段選擇。

  • 它是什麼：以磁珠為核心的 DNA clean-up / size selection 系統
  • 它主要拿來做什麼：移除 primer、adapter、salt、酵素、短片段，或保留特定大小範圍 DNA
  • 它不等於什麼：它不是單純「把 DNA 吸住」而已；真正決定回收範圍的是 樣本組成 + bead:sample ratio + buffer chemistry + 操作條件

Why it matters

在 Nanopore 與一般 NGS workflow 中，磁珠 clean-up 幾乎是最常見的前處理步驟之一。你是否保留下游真正要的 DNA、是否有效去除 primer dimer / adapter、是否因過度清洗或過度乾燥造成回收下降，常常都取決於這一步。

  • 為什麼需要知道它：因為很多 library prep 的成敗，不是在上機，而是在 clean-up 就已經決定
  • 哪些分析判斷會用到它：PCR 後 clean-up、amplicon library、fragmented DNA size selection、RCA product clean-up、library re-purification
  • 如果誤解，可能造成什麼問題：回收率太低、短片段殘留、size profile 漂移、下游酵素反應被 beads 或 ethanol 影響

How to interpret

In practice

SPRI 類磁珠的核心判讀不是「哪個品牌最好」，而是先問三件事：

  1. 你要的是 全部回收，還是 只保留某一段大小範圍？
  2. 你主要想去掉的是 primer / adapter / very short fragments，還是想做比較明確的 size selection？
  3. 你的 DNA 是 PCR product / fragmented DNA / RCA product / 高分子量 gDNA？

一般來說：

  • 較高 ratio：會讓較小片段也被回收，偏向 total recovery
  • 較低 ratio：較有利排除短片段，偏向 left-side size selection
  • 雙步驟 ratio：可做 dual-side selection，但條件更敏感、yield 通常更低

對 Sera-Mag Select 而言，官方文件指出：

  • recovery mode 可回收 ≥100 bp DNA
  • left-side size selection 的使用範圍建議 0.4× 到 <2.5×
  • ratio 越高，lower cutoff 越低
  • dual-side size selection 範圍越窄，通常會以 yield 下降為代價

What to compare with

不要只看單一 ratio，而要搭配下面資訊一起判讀：

  • input DNA 類型：PCR product、fragmented DNA、RCA product、gDNA
  • 目標片段大小：例如 300 bp、500 bp、>2 kb、長片段 Nanopore DNA
  • 洗滌條件：70% 或 85% ethanol、洗幾次、是否殘留
  • drying 程度：不夠乾會殘留 ethanol，過度乾燥可能讓 elution 變差
  • pipetting 精度：特別是黏稠磁珠懸液，對 dual-side selection 影響很大
  • 磁架表現：磁珠是否真的完全吸附、是否容易誤吸 beads

Common pitfalls

Warning

最常見的錯誤不是「買錯品牌」，而是把 ratio、樣本性質與操作條件混在一起看，最後誤以為所有問題都是磁珠本身造成。

  • 以為不同品牌之間只要是磁珠就完全一樣；實際上雖然原理相近，但操作黏稠度、洗滌建議與 reproducibility 仍可能不同
  • 只記住 0.8× 是常用值，就套用到所有樣本；實際上 primer 長度、片段大小與 buffer 組成都會影響結果
  • 把 clean-up 問題誤判成 sequencing 問題；例如 homopolymer 錯誤主要來自 Nanopore 訊號與 basecalling，不是 beads 本身
  • 以為乾得越久越好；過度 drying 可能使 DNA 不易重新溶出
  • 洗滌後 beads 沒完全沉降就吸上清，造成 bead loss 與回收不穩定

Tools / commands

本主題通常不需要 command line 工具，但實驗設計與紀錄上建議至少建立以下欄位：

Common tools

  • magnetic rack / magnet plate
  • ethanol（依產品建議濃度準備）
  • Qubit / Bioanalyzer / TapeStation / agarose gel
  • 實驗紀錄表（input、ratio、wash、drying、elution）

Example workflow notes

Sample type: PCR product
Input volume: 50 µL
Target: remove primers and primer dimers
Bead ratio tested: 0.65x / 0.8x / 1.0x
Wash: 85% ethanol x2
Drying: 5 min / 10 min / 20 min
Elution: 30 µL nuclease-free water
QC: Qubit + gel / Bioanalyzer

Quick takeaway

Tip

SPRI 磁珠 clean-up 的核心不是品牌名稱，而是你是否清楚知道「要保留什麼、去掉什麼、用哪個 ratio」。在 Nanopore workflow 中，磁珠步驟通常是 library quality 的關鍵前處理；若 ratio、washing 或 drying 沒抓好，後面再怎麼分析也救不回來。